Protocolos en biotecnología.

1.- Micropropagación (clonación) de coliflor:

(Adaptado de Practical biology. National Centre for Biotechnology Education, 1995. http://134.225.167.114/NCBE/PROTOCOLS/menu.html)

INTRODUCCION

Una de las plantas usadas para experimentos de micropropagación para estudiantes de secundaria es el coliflor. Este material es ideal para cultivo de tejidos vegetales porque se encuentra fácilmente disponible, es lo suficientemente resistente para soportar su manipulación por parte de estudiantes y crece rápidamente. El crecimiento puede observarse después de 10 días y en 12 semanas se obtienen plantitas listas para ser transplantadas.

MATERIALES:

Para cada estudiante o grupo de estudiantes

- El corazón de la coliflor

- Agua destilada estéril (100 cm³)

- Etanol al 70% (50 cm³)

- Hipoclorito de sodio al 2.5% (a partir de blanqueador doméstico comercial dependiendo de su concentración) con unas gotas de detergente líquido (100 cm³)

- 3 Tubos de ensayo o recipientes de vidrio con 2 a 5 cm³ de medio de crecimiento vegetal descrito posteriormente.

- Una caja de petri estéril

- Bisturí y pinzas mecánicas estériles.

- Algodón no absorbente (en rama) y papel de aluminio.

Medio para cultivo de tejidos vegetales (para preparar un litro):

- Azucar granulada (sacarosa) 20 g.

- Agar de 4 a 8 g de acuerdo con la capacidad de gelificación.

- Medio comercial Murashige y Skoog (M & S) 4.7 g.

Solución Stock de kinetina 25 cm³.

La solución stock de kinetina debe contener 0.1 g de kinetina en 1 L de agua destilada. Como la kinetina no se disuelve fácilmente en agua debe disolverse en una solución de hidróxido de sodio. La solución debe mantenerse en la nevera a 5 C.

Para preparar el medio de cultivo disuelva el azúcar, el medio M & S y el agar en 725 cm³ de agua destilada, agregue la solución de kinetina y distribuya el medio en los tubos de ensayo. Se requerirán entre 2 y 5 ml por tubo. Tapone los tubos con algodón no absorbente y cúbralos con papel de aluminio.

Coloque los tubos cerrados en un autoclave a 121 C por 15 min. Cuando estén fríos los tubos pueden refrigerarse hasta que sea requeridos. El medio M&S y la kinetina se encuentran disponibles en representantes y distribuidores científicos.

DETALLES PRÁCTICOS:

Limpie el área de trabajo con etanol al 70% (mantenga el etanol alejado del fuego)

Trabajando sobre una de las cubiertas de la caja petri estéril corte pequeños trozos del corazón de la coliflor.

Coloque los trozos de coliflor dentro de la solución de blanqueador por 5 a 10 min. para la limpieza superficial del tejido.

Desde este punto en adelante es muy importante realizar las operaciones en forma rápida y aséptica con el fin de prevenir la contaminación.

Enjuague los explantes en tres beakers sucesivos con agua destilada estéril, utilice pinzas flameadas y enfriadas para hacerlo – la forma correcta de hacerlo es sumergir la parte inferior de ellos y pasarlos por la llama del mechero para encender el etanol. Con la combustión del etanol se caliente la superficie de los instrumentos causando la muerte de los organismos contaminantes. No caliente las pinzas ni bisturíes al rojo vivo y recuerde que siempre debe mantener el etanol lejos de las llamas.

Los explantes pueden dejarse en el beaker final de agua estéril cubiertos con una tapa estéril hasta que se necesiten.

Tome uno de los tubos de ensayo con el medio de crecimiento, retire el tapón de algodón y flamee ligeramente el cuello del tubo. Utilice pinzas flameadas frías y rápidamente colóquelo dentro del tubo. Vuelva a colocar las pinzas en el recipiente con etanol. Flamee nuevamente el cuello del recipiente y tápelo.

Repita el paso 6 con los otros tubos.

Los tubos deben mantenerse en un lugar iluminado y a temperatura media.

El crecimiento debe evidenciarse en 10 días. Si hay contaminación, esta será evidente en poco tiempo. Ausencia de crecimiento de ningún tipo generalmente indica que el blanqueador no se enjuagó en forma adecuada.

SEGURIDAD

Deben utilizarse guantes plásticos de seguridad al manipular la kinetina. Los estudiantes deben usar anteojos de seguridad al utilizar la solución blanqueadora. El etanol que se utiliza para limpieza de la superficie y el material debe mantenerse siempre alejado de la llama.

INFORMACION ADICIONAL Plant tissue culture by Tony Storr (1985) Experimenting with Industry No.13, Association for Science Education. ISBN: 0 86357 031 3.

Department of Microbiology, University of Reading NATIONAL CENTRE FOR BIOTECHNOLOGY EDUCATION © National Centre for Biotechnology Education, 1995

2. Transformación genética en discos de hoja de tabaco.

(Adaptado de Adapted from :Trish Russell- 1993. Woodrow Wilson Biology Institute ..\..\..\AEPC/WWC/Woodrow Wilson Index

..\..\..\index.htmlActivities Exchange Index)

INTRODUCCIÓN:

Este es un experimento de transformación de plantas relativamente simple. Los estudiantes están trabajando material vegetal completo y no requieren medir cantidades muy pequeñas aunque pueden tener evidencia de células vegetales transformadas (células vegetales que contienen genes de plásmido bacterianos). El experimento puede ampliarse para trabajos futuros con el material transgénico. Este es un experimento adecuado para estudiantes que estén familiarizados con los principios básicos de la estructura celular vegetal, cultivo de tejidos, técnicas estériles, y transformación celular (infección bacteriana, vectores de plásmidos, genes marcadores, medio de selección y ensayos de actividad enzimática).

MATERIALES (para cada grupo de 2 o 3 estudiantes)

Día 1:

Nicotiana tabacum (hojas de tabaco)

Suspensión de 16 horas (overnight) de Agrobacterium tumefaciens (A.t.) conteniendo plásmidos Ti. Los Ti plásmidos (pBIRG2) deben estar modificados con el gen de B-glucoronidasa.

Tijeras y pinzas estériles.

Un mechero

Pinzas

Un beaker conteniendo etanol del 80 al 95% para flamear las pinzas y limpiar el área de trabajo.

Un tubo de centrífuga estéril de 50 ml con una tapa ajustada.

25 ml de etanol al 70% para esterilizar la hoja.

25 ml de Cloroxâ al 10%.

150 ml de agua destilada estéril.

Papel de filtro estéril (de 5 a 10 cm²)

Papel de aluminio para envolver las cajas de petri.

1 caja de petri estéril vacía

2 cajas de petri estériles conteniendo el medio de cocultivo:

Sales basales Murashige & Skoog (Sigma #5519)

3 mg/L de kinetina (Sigma #K0752)

0.3 mg/L de BAP (Sigma #B9395)

1% de agar (10 g/L)

Día 3: 15 minutos

Pinzas estériles

Mechero y etanol para flamear las pinzas

Papel de aluminio

2 cajas de petri estériles conteniendo el medio de selección:

Sales basales de Murashige & Skoog

3 mg/L de kinetina

0.3 mg/L de BAP

400 mg/L de Karbenecilina (Sigma #C3416)

20 mg/L de benomil, 50% mojable (disponible en almacenes de jardinería)

50 mg/L de kanamicina (Sigma # K4378)

1% de agar (10g/L)

Día 5: (De 15 a 30 min., espere de 1 – 3 horas o durante la noche, y luego 15 min.)

Reactivo histoquímico X-Gluc

10 ml de buffer de fosfatos 50 mM, pH 7.0

a. Combine 39 ml de 0.2 M NaH₂PO₄ (31.2 g/L), 61 ml 0.2M Na₂H PO₄ (28.39 g/L). Esto hace 100 ml de un buffer de fosfatos 200 mM.

B. Diluya el buffer de fosfatos 200 mM en una proporción 1:4 con agua destilada.

ii Colorante X-Gluc: Disuelva 5 mg de 5-bromo-4-cloro-3-indolil glucoronido (X-Gluc) (Sigma # B6650) en 100 mL de dimetilformamida.

Pipetas de 1 ml o pipetas de transferencia.

Placas de 24 pocetas (varios grupos pueden compartir una placa).

Una caja de Petri.

Bisturí y pinzas estériles (si desea mantener el cultivo de discos de hoja)

Estereoscopio.

PRECAUCIONES DE SEGURIDAD:

El etanol es muy inflamable. Los estudiantes deben sumergir el extremo de sus pinzas en el etanol y luego pasarlas ligera y cuidadosamente por la llama del mechero. Las mesas de trabajo deben estar libres de papeles y cuadernos de apuntes con el fin de reducir el riesgo de un incendio. Se recomienda utilizar anteojos de seguridad.

NOTAS PARA EL PROFESOR:

Células lesionadas en la periferia de cada disco de hoja pueden liberar citolasma. Algunos de los compuestos de este citoplasma liberado pueden estimular la transformación de otras células. El mecanismo exacto de la transformación (debilitamiento de la pared/membrana etc.) no se encuentra claramente establecido.

Después de que se finalice el ensayo de B-Glucoronidasa, los estudiantes pueden dejar los discos de hoja estériles remanentes en medio de cultivo hasta que aparezcan en la hoja pequeños callos de tejido indiferenciado. Estas células pueden cultivarse en medio de crecimiento para futuros experimentos.

INSTRUCCIONES/RECOMENDACIONES PARA LOS ESTUDIANTES.

INTRODUCCIÓN

En el experimento de transformación vegetal descrito aquí, puede observar un buen modelo para el movimiento de genes hacia células vegetales. Mediante la incubación de porciones de hoja de tabaco junto con células bacterianas (Agrobacterium tumefaciens) bajo condiciones controladas, las células bacterianas infectarán el tejido vegetal, y ciertos genes plasmídicos se moverán de las células bacterianas al núcleo de las células vegetales. Parte del DNA el plásmido se volverá parte del DNA de las células vegetales. Cuando esto ocurre, y las células vegetales regeneran en una planta completa, la planta se conoce como una planta transgénica. La bacteria A. Tumefaciens se utiliza en este tipo de transformación genética en razón de sus propiedades naturales de transformación genética. En condiciones naturales, esta bacteria causa una enfermedad tumorigénica en las plantas conocida como agalla de corona. Esta enfermedad se caracteriza por la producción de tumores en las plantas después de la infección por parte de la bacteria a sitios con heridas. Al ser infectadas, se producen masas de tejido indiferenciado que forman el tumor de la agalla de corona. Este tumor es el resultado de la expresión de genes responsables de la producción de hormonas vegetales que son insertados (introducidos) a las células de la planta por los plásmidos bacterianos. Estas hormonas de crecimiento se producen en las células infectadas transformadas en cantidades que solamente se encuentran normalmente en tejido embrionario vegetal. El plásmido inductor de la agalla de corona es un plásmido de 200 kilobases, denominado el plásmido Ti (inductor de tumor). El segmento específico del plásmido responsable por la transformación (transferencia de genes) es el T-DNA (DNA de transferencia) de unas 13 kilobases, el cual transporta genes para las hormonas de crecimiento de las plantas (auxinas y citoquininas). Cuando el T-DNA es transferido a una planta, las células comienzan a producir las hormonas de crecimiento. Una sección adicional del DNA plasmídico controla el proceso de transformación; los genes de virulencia (vir) regulan la transferencia del T-DNA desde el plásmido hasta el DNA de la planta.

Una vez que este mecanismo modelo de transformación vegetal fue conocido y comprendido, el Agrobacterium empezó a ser utilizado para la obtención de diferentes tipos de plantas transgénicas. Si un científico desea producir una planta transgénica con un gen dado, adiciona ese gen a la secuencia contenida dentro del DNA del plásmido Ti, y empleando el mecanismo de infección natural del Agrobacterium, puede obtener plantas transgénicas. En la bacteria que se utiliza para el presente experimento, el plásmido Ti (pBIRG2) ha sido modificado y contiene un gen que codifica para una enzima denominada la B-Glucoronidasa, también llamado el gen GUS. En este experimento, el estudiante estará buscando evidenciar que el gen GUS, y por consiguiente, el DNA del plásmido conteniendo el gen GUS, ha sido transferido a sus células vegetales. Mediante la adición a las placas que contienen las células transformadas de un sustrato (X-Gluc) para la B-Glucoronidasa, el estudiante podrá identificar aquellas que efectivamente contienen la enzima y por consiguiente deben contener el DNA del plásmido. En los sitios donde ocurre la reacción enzimática se forma un precipitado azul. Esta coloración azul indica la presencia de células transformadas.

METODOS.

DIA 1.

Limpie su mesa de trabajo con etanol antes de colocar ningún material o equipo.

Obtenga una hoja madura. Esterilice la superficie de la hoja de la siguiente manera: Tome la hoja y colóquela en un recipiente de vidrio. Agregue alrededor de 25 ml de etanol 70% al recipiente. Asegúrese de que el etanol cubra completamente la hoja y déjelo actuar por 2-4 minutos. De este punto en adelante, debe utilizar pinzas para todas las transferencias de la hoja. Previo a cada transferencia que realice, debe sumergir el extremo de las pinzas en etanol y pasarlo por la llama del mechero. NO mantenga las pinzas en la llama: simplemente sumérjalas en el etanol y páselas a través del mechero. Cuando la llama de las pinzas se apague, déjelas enfriar un poco y utilícelas.

Descarte el etanol y reemplácelo por cloroxâ 10%. Deje actuar por 2-5 min. Si observa blanqueamiento de los márgenes de las hojas, remueva el blanqueador.

Descarte la solución de cloroxâ y agregue agua destilada estéril, dejándola por 2-3 minutos.

Repita el enjuague con agua destilada estéril tres veces. A partir de las hojas desinfestadas, y utilizando pinzas y bisturí estériles, corte individualmente unos 40 segmentos (discos de hoja) de un tamaño aproximado de 1-1.5 cm². Este procedimiento debe realizarlo sobre una superficie estéril, la cual puede ser una de las cubiertas de una caja de Petri. Conserve los discos de hoja obtenidos en una caja de Petri estéril.

Utilizando pinzas flameadas, retire alrededor de 15-20 (uno por uno) y vaya colocándolos en una de las cajas de Petri que contienen medio de cocultivo. Realícelo muy cuidadosamente, con el fin de mantener la esterilidad del recipiente de cultivo. Debe mantener la caja de cultivo cubierta y solamente destaparla brevemente para colocar cada uno de los discos, teniendo la precaución de no contaminar la tapa.

Agregue a la caja de Petri (sin medio) que contiene los discos sobrantes 1.5 ml del cultivo de Agrobacterium (del cultivo desarrollado durante la noche). Incube durante 5-10 min, agitando la caja con mucha suavidad a intervalos de 2 minutos y teniendo extrema precaución para no derramar el medio.

Utilizando pinzas flameadas, remueva uno a uno los discos de la caja con la solución bacteriana, y remueva el exceso de líquido mediante un ligero toque en un papel de filtro estéril (colocado en otra caja de Petri estéril). Coloque los discos en otra de las cajas de Petri que contienen medio de cocultivo. Asegúrese de que sus cajas de cocultivo queden muy claramente identificadas de tal manera que distinga cuál contiene los discos expuestos a la bacteria y cuál es el control no expuesto a la bacteria.

Envuelva las cajas completamente en papel aluminio e incúbelas durante 48 horas a temperatura ambiente.

DIA 3

Utilizando pinzas estériles, transfiera los discos de las dos cajas de Petri con medio de cocultivo a dos cajas de Petri que contengan medio selectivo. Coloque los discos con la parte inferior de la hoja hacia arriba. Mantenga condiciones de esterilidad para realizar el proceso, y nuevamente marque cuidadosamente las cajas. Envuelva las cajas en papel aluminio e incube a temperatura ambiente durante otras 48 horas.

DIA 5

Agregue a cada poceta de la placa 0.5 ml del reactivo histoquímico X-Gluc. (Varios grupos pueden compartir la placa).

Utilizando pinzas estériles (si desea conservar los cultivos), tome dos discos de hoja de una de las cajas de discos en medio selectivo y colóquelos en una caja de Petri. Segmente los discos en cuatro. Coloque un segmento de hoja en cada una de 4-6 pocetas (le sobrarán segmentos de hoja). Repita el procedimiento con dos discos de la otra caja con discos en medio selectivo. Descarte los segmentos sobrantes preferiblemente en un recipiente para llevar a esterilizar antes de botarlos. No descarte sus discos en cultivo.

Incube sus segmentos de hoja con el X-Gluc a 37° C durante 1-3 horas (o durante la noche si es más conveniente).

Examine los segmentos de hoja en busca de alguna coloración azul con la ayuda del estereoscopio. Tome nota del número de manchas azules localizadas, y del número de hojas con respuesta de coloración para cada uno de los dos tratamientos.

Envuelva nuevamente sus cajas de cultivo en papel de aluminio y obsérvelas nuevamente en 3-7 días. Si empiezan a aparecer como pequeñas burbujas el la superficie de la hoja, habrá obtenido tejido productor de callos (pequeñas masa de células indiferenciadas). Utilizando procedimientos en condiciones de esterilidad, puede transferir los callos y cultivarlos en nuevo medio selectivo o en otro medio de crecimiento especializado para observaciones y experimentos futuros con tejido vegetal transgénico.

PREGUNTAS:

La principal diferencia entre el medio de cocultivo y el selectivo es la presencia de agentes antibióticos y antifúngicos (carbenicilina, kanamicina y benomil) en el medio selectivo. ¿Por qué es este medio crucial para el experimento? ¿Qué problemas prevería usted si no se utiliza el medio selectivo?

¿Cuáles son todos los controles utilizados en este experimento y por qué es necesario cada uno?

¿Qué sugiere la presencia de la coloración azul en los discos de hoja?

Basado en sus resultados del ensayo GUS con los discos de hoja, cuántos de los otros discos podría predecir que tienen células transformadas? Explique su respuesta y presente sus cálculos.

¿Cómo se lograría la obtención de plantas transgénicas a partir de las células transformadas en este experimento?

Observe diariamente los dos cultivos de discos de hoja durante un par de semanas adicionales, después del experimento de transformación. Registre sus observaciones para ambos cultivos. ¿Qué evidencia hay, si la hay, de que efectivamente ocurrió la transformación en aquellas células expuestas al cultivo bacteriano?

3. Más jugo de manzanas.

Información Adicional: Madden, D. (1991). In a jam and out of juice NCBE Newsletter, Winter 1991, pp. 1-5. (Adaptado de Practical biology. National Centre for Biotechnology Education, 1995. http://134.225.167.114/NCBE/PROTOCOLS/menu.html)

La extracción enzimática del jugo de manzanas fue introducida hace unos 30 años, y actualmente se procesan anualmente en el mundo, alrededor de 3-5 millones de toneladas. El proceso de producción comercial se describe a continuación. Después de que las manzanas han sido trituradas, se dejan durante 20-30 minutos con el fin de que los inhibidores enzimáticos de la pulpa se oxiden. Posteriormente la pulpa se calienta a 30° C previo a la adición de las pectinasas (esto puede compararse con la temperatura requerida de 50-60° C cuando no se utiliza enzima). El tratamiento enzimático puede tomar entre 15 minutos y 2 horas, dependiendo de la naturaleza exacta de la enzima, de la dosis, la temperatura de reacción y la variedad de manzana utilizada. Algunas variedades como la ‘Golden Delicious’, son especialmente difíciles de degradar. Durante la incubación, las pectinasas degradan la pectina soluble de la pulpa, permitiendo que el jugo fluya más fácilmente. Luego, las manzanas son prensadas. Los rendimientos de jugo pueden incrementarse hasta en un 20% por el tratamiento enzimático, dependiendo de la edad y la variedad de manzana utilizada, así como de la utilización de pre-oxidación. El tratamiento con pectinasa es particularmente efectivo con manzanas maduras y con aquellas provenientes de almacenamiento en frío. Generalmente no se obtienen aumentos significativos en rendimiento cuando se utilizan manzanas frescas del inicio de la estación.

Materiales.

Manzanas enteras o pulpa de manzana (esta puede prepararse previamente o comprarse).

Enzima pectinasa comercial, la cual se diluye en agua inmediatamente antes de su uso.

Filtros de papel para café, 2.

Cuchillo (si no se va a utilizar pulpa ya lista).

Varillas de vidrio, 2.

Jeringas de 2 cm³, o pipetas, 2 (para medir el agua y la enzima).

Embudos, 2.

Probetas de 100 cm³, 2.

Beakers de 100 cm³, 2.

Baño María a 40° C

Reloj alarma de laboratorio.

Procedimiento.

Corte una manzana mediana en pedazos pequeños. Coloque la mitad en un beaker y la otra mitad en el otro.

Agregue 2 cm³ de la solución diluida de pectinasa a uno de los beakers y 2 cm³ de agua al otro.

Mezcle el contenido de cada beaker utilizando una varilla de vidrio limpia.

Incube los beakers en el baño maría a 40° C durante 15-20 minutos.

Filtre separadamente el jugo de manzana de cada uno de los beakers, utilizando filtros de café y embudos colocados en las probetas.

Registre el volumen de jugo obtenido de los dos lotes de pulpa de manzana, a intervalos de 5 minutos.

SEGURIDAD.

El jugo de manzana obtenido por este procedimiento NO DEBE CONSUMIRSE. La proporción de enzima que se utiliza en este experimento es considerablemente más alta que la utilizada en la producción comercial de jugos, en la cual, normalmente se agregan 130 cm³ de solución enzimática por cada tonelada de manzanas. Los estudiantes deben ser extremadamente cuidadosos al manejar los cuchillos para cortar la manzana. Cualquier material que se derrame en la superficie de trabajo debe limpiarse inmediatamente y lavar bien el área.

ACTIVIDADES FUTURAS.

Compare el rendimiento en jugo de diferentes variedades de manzana (u otras frutas).

Investigue los efectos de la dosis de enzima y de la temperatura de incubación sobre el rendimiento del jugo.

Compare el rendimiento de jugo de la pulpa que ha sido, o no, sometida a preoxidación.

La adición de celulasa puede incrementar la producción de jugo? Al combinar pectinasa y celulasa, se presentará un incremento en el rendimiento del jugo?

4. Aislamiento de DNA de plantas.

De: Henry, R.J. 1997. Useful routine protocols in plant molecular biology. En: Practical Applications of Plant Molecular Biology. Chapman & Hall, London, UK. pp. 178-180.

PROCEDIMIENTO.

Utilizando un mortero, pulverice la muestra vegetal (hojas, tallos, etc.) con nitrógeno líquido.

Transfiera el tejido molido a un tubo de un tamaño adecuado, y agregue 1 ml de buffer de extracción [2% (p/v) bromuro de hexadeciltrimetilamonio (CTAB), 100 mM Tris-HCl, 1.4 M NaCl, 20 mM EDTA] por cada gramo de tejido vegetal.

Mezcle invirtiendo el tubo suavemente y caliente a 55° C durante 20 min.

Centrifugue a 15 000 x g durante 5 min.

Transfiera el sobrenadante a un tubo limpio y agregue un volumen de cloroformo: alcohol isoamílico (24:1).

Mezcle invirtiendo el tubo suavemente durante 2 min., y centrifugue a 15 000 x g por 20 segundos.

Transfiera la fase acuosa superior a un tubo limpio y agregue 1/10 de volumen de acetato de amonio 7.5 M y dos volúmenes de etanol enfriado en hielo.

Mezcle invirtiendo el tubo suavemente y colóquelo en el congelador a –20° C durante 60 min.

Centrifugue a 15 000 x g durante 1 min. y descarte el sobrenadante.

Lave el precipitado (‘pellet’) dos veces sucesivas con etanol 70% (v/v), mezclando cada vez con suavidad.

Seque el DNA en un desecador.

El DNA obtenido puede ser resuspendido en un volumen adecuado de TE buffer (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 8.0) o en una solución adecuada para la aplicación que se requiera.

4.1 Sitios en Internet de protocolos en biotecnología:

http://www.nal.usda.gov/bic/Education_res/

http://www.biotech.iastate.edu/publications/ed_resources/Web_sites.html

http://www.biotech.iastate.edu/Educational_resources.html

http://www.bio.com/resedu/educate.html

http://www.nal.usda.gov/bic/Education_res/protocols/

http://chroma.mbt.washington.edu/outreach/outreach.html

http://www4.nas.edu/beyond/beyonddiscovery.nsf/web/seeds?OpenDocument

http://sunsite.berkeley.edu/pcr/

http://biotech.icmb.utexas.edu/pages/scitools.html

http://134.225.167.114/NCBE/PROTOCOLS/menu.html

Agrobacterium: Una bacteria natural del suelo que puede ser utilizada para transferir genes a las células vegetales.

Callo: Masa de células indiferenciadas (tejido vegetal).

Explante: Porción de tejido vegetal utilizado para iniciar procesos de cultivo de tejidos o micropropagación.

Kanamicina. Un antibiótico de la familia de los aminoglicósidos que puede interferir con los procesos celulares de traducción mediante enlace con los ribosomas. Resistencia específica a este antibiótico es un sistema de marcador de selección usado frecuentemente en células transgénicas.

Plásmido Ti ( inductor de tumor): Un plásmido de Agrobacterium tumefaciens que es responsable de la formación de tumores en las plantas infectadas. Plásmidos Ti, modificados genéticamente, se utilizan como vectores para introducir DNA foráneo a células vegetales.

Plásmido: Un elemento genético extracromosómico presente en muchos cepas bacterianas. Los plásmidos son pequeñas moléculas circulares de DNA utilizados como vectores para la transferencia de genes de un organismo a otro.

Bibliografía

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